Сердечно-мозговая питательная среда для диагностики инфекции в кровотоке и способ ее получения

Изобретение относится к биотехнологии и клинической микробиологии и касается рецептуры питательной среды и способа ее приготовления, а также использования для микробиологического исследования крови с целью получения гемокультуры при диагностике инфекции кровотока, вызванной аэробными, микроаэрофильными и анаэробными микроорганизмами в клинико-диагностических лабораториях ЛПУ.

Бактериологическое исследование крови с целью получения гемокультуры возбудителя инфекции кровотока проводят при многих заболеваниях инфекционной и неинфекционной этиологии. Большую трудность представляет собой выделение возбудителя из крови у терапевтических больных стационарных и амбулаторных учреждений с высокой температурой тела и субфебрилитетом.

Исторически метод «Посев крови на стерильность» регламентирован приказом №535 от 1985 года [1] и до сегодняшнего дня приказ предлагает для этой цели применять пять сред.

1. «Двойная среда», состоящая из скошенного во флаконе питательного агара и полужидкой среды, приготовленной на питательном бульоне.

2. «Среда для контроля стерильности», которую следует обогатить дрожжевым экстрактом и добавить резазурин.

3. «Среда со стаканчиком», которую готовят сложным образом.

4. »Полужидкая среда Тароцци».

5. « Жидкая среда Сабуро».

«Двойная среда», состоящая из скошенного во флаконе 150 мл 1,7-2% питательного агара и 150 мл полужидкой среды, приготовленной на питательном бульоне с добавлением 15 г глюкозы и 0,15 г агара. «Среда для контроля стерильности», которую следует обогатить дрожжевым экстрактом (15-20 г на 1 литр), добавить 0,001 г резазурина. «Среда со стаканчиком», которую готовят следующим образом. Во флаконы с широким горлом (диаметр 30 мм) емкостью 250 мл наливают 50 мл дистиллированной воды, содержащей 0,1% агара. В этот флакон пинцетом опускают стеклянный стаканчик или пробирку длиной 70 мм и диаметром 20-22 мм, в которой находится 12 мл концентрированной питательной среды, состав которой следующий: на 100 мл перевара Хоттингера с остаточным азотом 750-800 мг %, 2 г глюкозы, 2 г хлористого натрия, рН 7,5-7,4. «Полужидкая среда Тароцци» с 0,5% глюкозы и 0,1% агара во флаконах по 300 или 150 мл. «Жидкая среда Сабуро», содержащая на 1 литр дистиллированной среды 10 г пептона, 25 г хлористого натрия, 40 г глюкозы, разлита во флаконы по 150-200 мл.

Однако за рубежом для данного исследования используют ручные или автоматизированные системы с сердечно-мозговой средой [2, 3, 4, 5]. Преимущество сердечно-мозговой среды заключается в возможности роста широкого спектра микроорганизмов, включая высоко требовательные к питательным веществам микроорганизмы. При диагностике лихорадочного состояния больного теоретически невозможно предположить вид возбудителя в крови, поэтому питательная среда для выделения должна быть максимально питательной и содержать все необходимые составляющие для роста аэробных, микроаэрофильных и строго анаэробных микроорганизмов. В России отсутствует промышленный выпуск сердечно-мозговой среды для микробиологического исследования крови. Практические лаборатории страны в большинстве случаев с этой целью используют тиогликолевую среду согласно прописи Приказа №535. Результаты получения гемокультур колеблются от 7 до 10% [6].

За последние несколько лет лаборатории крупных научно-исследовательских институтов и некоторые коммерческие медицинские центры были обеспечены импортными гемокультуральными установками с готовыми флаконами сердечно-мозговой среды. Результаты получения гемокультур стали достигать 40% случаев [7]. Согласно мировой статистике по производству питательных сред для посева крови с целью выделения возбудителя используется только сердечно-мозговая среда, как самая высокопитательная, обеспечивающая рост широкого спектра микроорганизмов, включая высоко требовательные аэробные и облигатно анаэробные микроорганизмы.

«Двойная среда», регламентированная приказом МЗ СССР №535 от 1985 г., не предназначена для выделения трудно культивируемых микроорганизмов, облигатных анаэробов и микроаэрофилов, так как среда состоит из 2% скошенного агара и полужидкой среды, приготовленной на питательном бульоне (Дагестанский НИИПС, г. Махачкала) с добавлением глюкозы и агара. В среде отсутствуют необходимые питательные вещества, ростовые факторы и она не содержит сердечно-мозгового экстракта. Воздушное пространство над аэробной средой во флаконе и ватно-марлевые пробки обеспечивают рост только аэробных микроорганизмов.

Известно также использование «Питательной среды для микробиологического исследования крови» (патент РФ №2267537, ФГУП «Научно-производственное объединение по медицинским иммунобиологическим препаратам «МИКРОГЕН» МЗ РФ). Среда состоит из 2-х составляющих: твердая и полужидкая. Твердая среда содержит агар, питательный бульон, панкреатический гидролизат казеина, дрожжевой экстракт, глюкозу, трис (оксиметил) аминометан. Полужидкая среда содержит питательный бульон, панкреатический гидролизат казеина, дрожжевой экстракт, глюкозу, трис (оксиметил) аминометан, натрия цитрат или натрия гепаринат, парааминобензойную кислоту, агар. Однако данная среда не обеспечивает максимально питательными веществами рост требовательных микроорганизмов, как, например, сердечно-мозговой экстракт. Воздушное пространство над средой не создает условий для обеспечения роста анаэробных бактерий. В состав среды не входят обязательные для трудно культивируемых аэробных и анаэробных возбудителей в крови ростовые факторы, как гемин, менадион.

Наиболее близким техническим решением к заявляемому изобретению по совокупности признаков является среда фирмы HiMedia Laboratories (Индия), которую мы взяли в качества прототипа.

Система однофазная для гемокультур (бульон) с сердечно-мозговой вытяжкой для аэробных и факультативно-анаэробных микроорганизмов (ФСЗ 2009/03708), (HiMedia Laboratories), Индия.

Состав:

Среда разливается по флаконам в количестве 70 мл во флакон для инокуляции цельной крови от 8 до 10 мл, т.е. соотношение кровь:среда составляет 1:7.

Авторы среды характеризуют данную среду, как однофазная готовая среда на основе сердечно-мозгового настоя для эффективного, быстрого и простого получения гемокультур. Сердечно-мозговой бульон богат питательными веществами и хорошо буферизован, полезен для выращивания самых разнообразных микроорганизмов, предпочтителен при культивировании анаэробных бактерий, дрожжей и плесневых грибов. Протеаза пептон, настой из мозга теленка и говяжьего сердца служат в качестве источников углерода, азота, незаменимых факторов роста, аминокислот и витаминов, декстроза - энергии. Динатрийфосфат оказывает буферное действие, тогда как хлорид натрия поддерживает осмотическое равновесие среды. Для инактивации бактерицидных свойств крови и обеспечения роста бактерий в качестве нетоксичного антикоагулянта применяется натрия полианетолсульфонат (SPS).

К достоинству данной среды относится то факт, что среда приготовлена на основе сердечно-мозгового настоя, что способствует росту большинству микроорганизмов, требовательных к питательной среде, включая широкий спектр клинически значимых возбудителей кровотока. Применение антикоагулянта способствует росту микроорганизмов. Панкреатические пептоны (протеозопептон) представляют собой смесь продуктов более глубокого гидролиза - простых полипептидов, пептонов и большого количества свободных аминокислот с высоким содержанием аминного азота (до 1200 мг%).

Наряду с этим существуют определенные недостатки у этой среды.

1. Сердечно-мозговой экстракт составляет 1,75% в среде, что не обеспечивает достаточного полноценного состава питательных веществ для роста высоко требовательных микроорганизмов

2. Отсутствует система газозамещения воздуха на инертный газ во флаконе со средой, поэтому среда не пригодна для выделения облигатных (строгих) анаэробных возбудителей из крови и не подходит для адаптационных условий для аэробных и факультативно-анаэробных при переходе из кровеносного русла в искусственную среду, т.е. из условий отсутствия свободного кислорода в условия насыщенного кислородом воздуха. Система дыхания факультативно-анаэробных микроорганизмов, к числу которых относится наибольшее количество клинически значимых микроорганизмов, претерпела изменения за время длительного пребывания в кровотоке и перешла на анаэробный тип дыхания.

3. Отсутствуют ингредиенты для поддержания окислительно-восстановительного потенциала среды (Eh). От уровня окислительно-восстановительного потенциала зависит рост как аэробов, так и анаэробов. У аэробов эта зависимость менее заметна, так как уровень этого фактора в питательной среде без замещения воздуха на инертный газ полностью соответствует уровню, необходимому для их роста. Облигатные анаэробы проявляют повышенную чувствительность к окислительно-восстановительному потенциалу в среде и прекращают размножаться при Eh выше - 0,1В. Создание или поддержание Eh среды на заданном уровне представляет собой более сложную задачу, чем регуляция рН.

Для снижения Eh питательной среды используют несколько приемов.

1. Вытеснение из среды воздуха кипячением или инертными газами - аргоном, азотом, гелием.

2. Добавление к среде органических и неорганических восстановителей (редуцирующих веществ). Из органических восстановителей в основном используются цистеин, аскорбиновая кислота, тиогликолят натрия, L-тирозин, глютатион. Из неорганических восстановителей наиболее широкое применение нашли гидросульфит натрия (Na₂S₂O₄), гексацианоферроат калия K₄[Fe(CN)₆], различные сульфиды.

Отсутствие ингредиентов для поддержания окислительно-восстановительного потенциала не позволяет расти облигатным анаэробным микроорганизмам.

4. Не выдерживается принятое на практике соотношение количества инокулируемой цельной крови к жидкой питательной среде, как 1:10. В прототипе это соотношение составляет 1:7.

Задачей изобретения является разработка жидкой сердечно-мозговой среды, повышающей стабильность и скорость роста бактерий, позволяющей выявлять аэробные, микроаэрофильные и анаэробные микроорганизмы, относящиеся к клинически значимым возбудителям инфекции кровотока, а также способа ее приготовления.

Технический результат, достигаемый при осуществлении изобретения, заключается в повышении диагностической эффективности получения гемокультуры возбудителя из крови за счет обеспечения высокопитательной среды (сердечно-мозговой экстракт, ростовые факторы), создания анаэробных условий и расширения спектра выделяемых возбудителей (аэробных, микроаэрофильных и анаэробных) из крови. Предлагаемый способ приготовления жидкой питательной среды во флаконах позволяет гарантировать максимальное выделение жизнеспособных микроорганизмов, циркулирующих в кровотоке при патологическом инфекционном состоянии. Получение гемокультуры возбудителя из крови подтверждает диагноз заболевания и обеспечивает назначение целевой антимикробной терапии.

Сущность изобретения заключается в том, что заявляемая среда включает мозговой экстракт крупного рогатого скота, сердечный экстракт крупного рогатого скота, ферментативный гидролизат казеина, дрожжевой экстракт, натрия хлорид, глюкозу, натрия тиогликолят, L-цистеина гидрохлорид, гемин, менадион, твин-80, агар-агар, дистиллированную воду при следующем соотношении ингредиентов на 1 л среды:

рН 7,4-7,6.

Насыщение среды азотом для создания анаэробных условий.

Среда обогащена инертным газом для создания анаэробных условий и расширения спектра выделяемых возбудителей (аэробных, микроаэрофильных и анаэробных) из крови. Предлагаемая среда проста в изготовлении, стабильна, имеет максимальный набор питательных веществ и пригодна для выделения аэробных, микроаэрофильных и анаэробных возбудителей из крови при диагностике инфекции кровотока. В предлагаемой прописи одновременное использование сердечного и мозгового экстрактов с ферментативным гидролизатом казеина и дрожжевым экстрактом обеспечивает наиболее полное содержание витаминов группы В, соединений азота и углерода, микроэлементов. Питательные среды на основе различных гидролизатов казеина используются в диагностике инфекционных заболеваний.

В качестве источника углерода, азота и других компонентов для многих общеупотребительных и специальных питательных сред используются продукты, получаемые из дрожжей: дрожжевая вода, дрожжевой настой, дрожжевой автолизат, дрожжевой экстракт, кислотные и ферментативные гидролизаты дрожжей. Дрожжи содержат до 53% белка, 25-40% углеводов и являются богатым источником витаминов группы В, витамина Д, и других факторов роста - пуриновых и пиримидиновых оснований. Белок дрожжей сбалансирован по аминокислотному составу и по этому показателю близок к животному белку. Наиболее широко используемым в промышленных масштабах является дрожжевой экстракт. Содержание хлоридов (в пересчете на натрия хлорид) является относительным показателем уровня осмотического давления в среде, соответствия его уровню, необходимому для сохранения жизнедеятельности микроорганизмов. Среда должна быть изотоничной для микробной клетки, т.е. осмотическое давление в среде должно быть таким же, как внутри клетки. Для большинства микроорганизмов оптимальная среда соответствует 0,5% раствору натрия хлорида. L-цистеина гидрохлорид представляет собой аминокислоту и в сочетании с полужидкой средой создает анаэробные условия.

Факторы роста или ростовые вещества необходимы для роста и размножения некоторых микроорганизмов, кроме источников углерода, энергии и минеральных элементов. К ним относятся аминокислоты, витамины, пуриновые и пиримидиновые основания. Эти вещества необходимы всем микроорганизмам, однако многие (прототрофы) синтезируют их сами, другие (ауксотрофы) не способны к синтезу одного или нескольких факторов и для обеспечения их роста недостающее соединение должно быть внесено питательную среду. Гемин, менадион, твин-80, тиогликолят натрия являются ростовыми факторами для трудно культивируемых микроорганизмов. Кроме того, тиогликолят натрия снижает окислительно-восстановительный потенциал. Данный редокс-потенциал помогает поддерживать небольшое количество агара в среде.

Существенные отличия предлагаемого технического решения.

1. Возможность использования предлагаемой среды для ускорения получения гемокультуры при диагностике инфекции в кровотоке.

2. Замена дорогостоящей импортной питательной среды более дешевой легкодоступной питательной средой, приготовленной на основе сердечно-мозгового экстракта, что соответствует рецептуре импортных сред.

3. Создание анаэробных условий позволит расширить круг выделяемых возбудителей при инфекции в крови.

4. Применение различных объемов питательной среды дает более широкую возможность использовать ее для детей и взрослых.

5. Разные соотношения инокулируемой крови к питательной среде (от 1:10 до 1:20) способствуют повышению эффективности диагностики инфекции кровотока.

В результате этого достигается

1) увеличение спектра выделяемых микроорганизмов за счет стабильности и скорости роста различных бактерий и грибов;

2) удешевление питательной среды без потери ее питательной ценности.

Способ приготовления заявляемой питательной среды во флаконах включает

1) получение сердечно-мозгового экстракта;

2) получение 1% раствора гемина;

3) получение 1% раствора менадиона;

4) добавление питательных веществ с целью улучшения ростовых свойств среды и разлив питательной среды по флаконам

5) насыщение среды во флаконах инертным газом (азотом) для создания анаэробных условий, способствующих выделению анаэробных микроорганизмов и адаптации аэробных и факультативно-анаэробных микроорганизмов.

1. Приготовление сердечно-мозгового экстракта

Первый день.

Сердце и мозги крупного рогатого скота очистить от пленок, сосудов, оболочек, жира. Измельчить при помощи мясорубки. Залить одинарным количеством водопроводной воды (на 1 кг ткани - 1 л воды). Оставить на ночь в холодильнике при t +4°С. Сердце и мозги обрабатывают и готовят экстракты отдельно.

Второй день:

Настой при помешивании довести до кипения и кипятить 5-10 минут. Горячие экстракты профильтровать вначале через 3 слоя марли и затем через ватно-марлевый фильтр. Разлить по флаконам емкостью: мозговой экстракт по 100 мл и сердечный по 150 мл. Закрыть резиновыми пробками и завальцевать металлическими колпачками. Автоклавировать 15 минут при 0,7 атмосфере. Готовые экстракты хранят при условии холодильника при t +4°C.

2. Приготовление 1% раствора гемина

1 грамм гемина растворяют в 10,0 мл 1N раствора едкого натрия и доводят дистиллированной водой до объема 100 мл. Хранят при t 4°C. Стерилизуют автоклавированием при 1 атм. в течение 15 минут.

3. Приготовление 1% раствора менадиона

1 грамм менадиона растворяют в 100 мл 96% этилового спирта. Хранят в темном флаконе с притертой пробкой при t 4°C.

4. Сухие ингредиенты (ферментативный гидролизат казеина, дрожжевой экстракт, хлорид натрия, глюкоза, тиогликолят натрия, L-цистеина гидрохлорид, агар-агар) растворить в дистиллированной воде, довести до кипения и кипятить 2-3 минуты. Затем добавить стерильные мозговой и сердечный экстракты, раствор гемина и менадиона. Довести pH до 7,4-7,6 раствором 8N NaOH. Разлить по 50,0 мл по флаконам, закрыть резиновыми пробками.

5. Заместить воздух во флаконах азотом, используя шланг с длинной широкого диаметра иглой, накрыть металлическими колпачками и завальцевать. Автоклавировать при 1 атмосфере в течение 15-20 минут. Хранить при t +4°C.

Осуществление изобретения представлено на следующих примерах.

Пример 1.

Сухие ингредиенты: ферментативный гидролизат казеина 15 г, дрожжевой экстракт 5 г, натрия хлорид 2,5 г, глюкоза 5 г, тиогликолят натрия 0,5 г, L-цистеина гидрохлорид 0,75 г, агар-агар 0,75 г растворяют в 750 мл дистиллированной воды, доводят до кипения и кипятят 2-3 минуты. Затем добавляют стерильные растворы: мозговой экстракт крупного рогатого скота 100 мл, сердечный экстракт крупного рогатого скота 150 мл, 1% раствор гемина 1,0 мл, 1% раствор менадиона 1,0 мл, твин-80 1,0 мл. Доводят pH до 7,4-7,6 раствором 8N NaOH. Разливают разные объемы среды (50,0 мл, 100,0 мл и 200,0 мл) по флаконам разной вместимости (50 мл, 150 мл и 250 мл, соответственно). Закрывают флаконы резиновой пробкой. Замещают воздух во флаконах азотом в течение 20 секунд при помощи изогнутой иглы, соединенной со шлангом от газового баллона. Накрывают резиновую пробку алюминиевым колпачком и завальцовывают ручным способом при помощи приспособления ПОК-3, или машинным способом при помощи «Закаточного полуавтомата ПЭР-М". Стерилизуют автоклавированием при 1 атмосфере в течение 15-20 минут. Хранят в условиях холодильника при t 4°C в течение 3-4 месяцев.

Приспособление ПОК-3 для обжима колпачков К-3. Приспособление предназначено для ручного обжима алюминиевых колпачков типа К-3 при укупорке стеклянных флаконов. Производитель: ООО-Медиформ.

Полуавтомат закаточный ПЭР-М предназначен для укупоривания любого типа флаконов с гладким или винтовым горлом емкостью от 10 до 500 мл алюминиевыми колпачками К-1, К-2, К-3, К-4, К-5 для аптечного и фармацевтического производства. Относится к медицинскому оборудованию. По ОКП ОК 005-93 присвоен код 945240 "Оборудование лабораторное и аптечное" и соответствует требованиям GMP к фармацевтическому оборудованию. Производитель: ООО-ВИПС-мед фирма.

Контроль качества среды

Готовая среда имеет темно-соломенную окраску, прозрачна или слегка опалесцирует. Кислотность среды: при t 25°С водный раствор среды (3,4% вес/объем) имеет рН 7,4±0,2

Культуральные свойства

Пример 2.

Были сопоставлены результаты выделения микроорганизмов из крови при инокуляции крови в две различные среды.

Среда №1 - «Двойная среда», регламентированная Приказом №535 от 1985 года. Объем питательной среды во флаконе - 100,0 мл. Объем инокулируемой крови - 10,0 мл. Соотношение кровь:среда 1:10.

Среда №2 - Заявленная среда. Объем питательной среды во флаконе -100,0 мл. Объем инокулируемой крови - 10,0 мл. Соотношение кровь:среда 1:10.

Исследование проводилось на пробах крови терапевтических пациентов кардиологического профиля с диагнозами: инфекционный эндокардит, ревматизм, врожденный порок сердца, ишемическая болезнь сердца и лихорадочное состояние. Пробы крови забирались при венопункции с соблюдением правил асептики.

Среда №1 была разлита по флаконам и закрыта ватно-марлевыми пробками. Среда, приготовленная таким способом, потенциально обеспечивает рост только аэробных и минимального количества микроаэрофильных микроорганизмов.

Среда №2 была также разлита по флаконам, насыщена азотом, закрыта резиновой пробкой и завальцована алюминиевым колпачком. Данная среда способна была обеспечить рост аэробных, микроаэрофильных и анаэробных микроорганизмов в полном объеме.

Всего было исследовано 260 проб крови.

При посеве на среду №1 получено 35 гемокультур, что составило 13,5% случаев лабораторной эффективности. На среде №2 получили 106 гемокультур, что составило 40,6% случаев эффективности выделения возбудителя из крови, что в 3 раза превышает показания эффективности среды №1. Необходимо отметить, что аэробные и микроаэрофильные микроорганизмы в большинстве случаев были получены при культивировании в анаэробных условиях (56,3% и 47,2%, соответственно). Анаэробные условия культивирования крови значительно повысили диагностическую эффективность при исследовании крови.

Разработанная нами жидкая сердечно-мозговая среда является оптимальной средой для микробиологического исследования крови при инфекции в кровотоке, так как она способна обеспечить рост аэробных, микроаэрофильных и анаэробных возбудителей, включая высоко требовательные к питанию микроорганизмы. Объем среды во флаконе в количестве 50,0 мл является минимальным, так как рассчитан на посев 5,0 мл цельной крови для соблюдения оптимального соотношения крови к среде как 1:10. Минимальный объем пробы крови (5,0 мл), взятый у больного, относится к щадящей технике взятия пробы крови для исследования.

Пример 3.

Мы сравнили результаты выделения микроорганизмов из крови при инокуляции исследуемых образцов крови в две различные среды: прототип и заявляемая.

Среда №1 - прототип. Система однофазная для гемокультур (бульон) с сердечно-мозговой вытяжкой для аэробных и факультативно-анаэробных микроорганизмов (ФСЗ 2009/03708), (HiMedia Laboratories), Индия. Объем питательной среды во флаконе - 70 мл. Объем инокулированной крови - 10 мл. Соотношение кровь:среда 1:7.

Среда №2 - «Жидкая сердечно-мозговая среда» нашего приготовления. Объем питательной среды во флаконе - 100,0 мл. Объем инокулируемой крови - 10,0 мл. Соотношение кровь:среда 1:10.

Для исследования отбирали кровь терапевтических больных кардиологического профиля с разными кардиологическими заболеваниями: инфекционный эндокардит, ревматизм и лихорадочное состояние.

Среда №1 - разлита по флаконам, закрыта герметично резиновыми пробками и завальцована колпачком. Данная среда предназначена для выращивания аэробных и факультативно-анаэробных микроорганизмов и не предусматривает рост строгих анаэробов в виду отсутствия газозамещения для создания анаэробных газовых условий.

Среда №2 - также разлита по флаконам, герметично закрыта резиновой пробкой и завальцована колпачком, но предварительно было проведено газозамещение для насыщения среды и пространства над средой азотом для обеспечения роста аэробных, факультативно-анаэробных, микроаэрофильных и строгих анаэробных микроорганизмов.

Всего было параллельно исследовано 150 проб крови.

При культивировании крови на среде №1 было получено 47 штаммов микроорганизмов, что составило 31,3% диагностической эффективности. Одновременно при посеве на среду №2 было выделено 82 штамма микроорганизмов, что соответствовало 54,7% диагностики инфекции в крови. Лабораторная эффективность общего выделения микроорганизмов из крови среды №2 превысила результаты на среде прототипа в 1,7 раза.

Отмечается повышенная эффективность по выделению аэробных (в 1,4 раза) и микроаэрофильных (в 2,1 раза) микроорганизмов на среде №2 по отношению к среде №1. Строгие анаэробы были получены только на среде №2. Дополнительно была повышена эффективность на 9,8% случаев.

Литература

1. Приказ МЗ СССР №535 от 22.04.1985 г. приложение 1 к приказу «Об унификации микробиологических (бактериологических) методов исследования, применяемых в клинико-диагностических лабораториях лечебно-профилактических учреждений, Москва, стр. 5-10.

2. Bouza Е., Perez-Molina J., Munoz P. Report of ESGNI-001 and ESGNI-002 studies. Bloodstream infections in Europe. Clin. Microbiol. Infect, 1999, 5, 2S1-2S12.

3. Washington JA., 2nd Blood cultures: Principles and techniques. Mayo Clin Proc. 1975; 50:91-8.

4. D. Elantamilan, Valarie Wihiwot Lyngdoh, Annie B. Khyriem, Jyotismita Rajbongshi, Ishani Bora, Surbala Thingujam Devi, Prithwis Bhattacharyya, and Himesh Barman Comparative evaluation of the role of single and multiple blood specimens in the outcome of blood cultures using BacT/ALERT 3D (automated) blood culture system in a tertiary care hospital, Indian J. Crit. Care. Med., 2016, 20 (9), 530-533.

5. Lee D.H., Kim S.C., Bae I.G., Koh, E.H., Kim. S. Клиническая оценка флаконов ВасТ/ALERT FA Plus и FN Plus в сравнении со стандартными флаконами, J. of Clinic. Microb., 2013, 51 (12), 4150-4155.

6. Багирова Н.С. Диагностика бактериемии, Consilium Medicum, 2002, т. 4 (1).

7. Cockerill F.R., Wilson J.W., Vetter T.A., Optimal testing parameters for blood cultures, Clin. Infec. Dis., vol.38, 12, p. 1724-30.