ИНФУЗИОННЫЙ РАСТВОР ДЛЯ ВОСПОЛНЕНИЯ ОБЪЕМА ЦИРКУЛИРУЮЩЕЙ КРОВИ, ВОССТАНОВЛЕНИЯ ВОДНО-ЭЛЕКТРОЛИТНОГО БАЛАНСА И НОРМАЛИЗАЦИИ ПРОЦЕССОВ КРОВЕТВОРЕНИЯ

Изобретение относится к медицине и фармацевтической промышленности, а именно к лекарственным средствам (растворы лекарственные), способствующим восстановлению водно-электролитного состава плазмы крови, - инфузионному раствору (ИР) для восполнения объема циркулирующей крови (ОЦК), восстановления водно-электролитного баланса и нормализации процессов кроветворения.

В качестве препаратов для практического применения чаще используют изоосмолярные электролитные растворы: раствор натрия хлорида 0,9%, раствор Рингера, Лактасоль, раствор Рингера - Локка, Плазмалит (США), Трисоль, Квартасоль, Хлосоль, раствор Рингера - ацетат, раствор Дарроу, Йоностерил (Германия, "Фрезениус"). Ионный состав указанных растворов представлен в табл.1. Эти растворы содержат основные жизненно важные ионы, входящие в состав плазмы крови, такие как натрий, калий, кальций, магний, хлорид, гидрокарбонат, ацетат, лактат. Недостаток или избыток этих ионов может привести к серьезным нарушениям в организме.

Ни один из названных растворов не является полностью изоионным по отношению к плазме крови, поэтому не может оказывать плазмозамещающее действие в полном объеме.

Известно, что кроме основных электролитов в состав плазмы крови входят также микроэлементы, которые делятся на незаменимые (железо, цинк, медь, селен, марганец, никель, молибден, хром, кобальт), условно незаменимые и заменимые,

Незаменимые микроэлементы поступают в организм с пищей и не накапливаются в организме, поэтому в таких критических ситуациях, как массивная кровопотеря, ожоги, обезвоживание и т.п., когда прием пищи обычным путем невозможен, введение пациенту микроэлементов необходимо для поддержания кроветворного процесса.

Наиболее близким аналогом предлагаемого средства является плазмозамещающий раствор фирмы Фрезениус АГ-ФРГ - изотонический и изоионный электролитный раствор Йоностерил (прототип), содержащий ионы в физиологически оптимальном соотношении.

В 1 л Йоностерила содержится, ммоль:

Показанием к применению Йоностерила является внеклеточная дегидратация различного происхождения, например, потери объема вследствие диареи, рвоты, свищей, дренажей и кишечной непроходимости, ожогов.

Йоностерил является первичным плазмозамещающим раствором.

Задача изобретения - расширение номенклатуры инфузионных растворов, разработка лекарственного средства для восполнения объема циркулирующей крови, восстановления водно-электролитного баланса и нормализации дальнейшего собственного процесса кроветворения, в первую очередь - эритропоэза.

Задача решается созданием инфузионного раствора, включающего ионы натрия, калия, кальция, магния, хлорида и ацетата в воде, отличающегося тем, что композиция эквилибрирована по отношению к ионному составу плазмы крови человека и дополнительно содержит ионы кобальта, цинка и марганца при следующем соотношении компонентов, ммоль:

При одинаковых общих показаниях к применению предлагаемый состав имеет преимущества перед Йоностерилом по составу катионов и предпочтителен, например, при внутренних кровотечениях.

Наиболее важными ионами для поддержания гомеостаза являются ионы натрия, калия, кальция, магния, хлорида и ацетата; наиболее важными микроэлементами для нормализации дальнейшего собственного процесса кроветворения - кобальт, цинк и марганец.

Вместе с тем, предлагаемый состав раствора не воспроизводит плазму крови, отсутствие в нем некоторых незаменимых, условно заменимых и заменимых микроэлементов могло неаддитивным образом спровоцировать неожиданные реакции организма. Количественный состав является оригинальным, экспериментально подобран так, чтобы его осмолярность не изменяла реологических свойств крови в процессе лечения.

Впервые показано, что инфузионный раствор может оказывать влияние на стимуляцию эритропоэза.

Пример 1. Приготовление инфузионного раствора.

Раствор готовят на воде для инъекций массообъемным методом. В мерную колбу наливают воду для инъекций в количестве ¾ объема. Затем загружают взвешенные компоненты, тщательно перемешивая до полного растворения всех веществ, и доводят объем раствора водой для инъекций до метки. Все компоненты относятся к "легко растворимым". pH раствора не требует специального доведения. Пример загрузки представлен в табл.2.

В лабораторных условиях опытные партии растворов готовили объемом не более 1 л, проводили 7-кратное фильтрование через один и тот же бумажный фильтр, а затем через стерилизующий фильтр «Миллипор» с диаметром пор 0,22 мкм.

В промышленных условиях проводится трехступенчатая каскадная фильтрация ИР: осветляющая, предварительная, стерилизующая.

В качестве упаковки использовали флаконы из стекла МТО. Упаковку из полимерной пленки (ПВХ или ПП) не использовали во избежание сорбции следовых количеств микроэлементов. Укупоренные резиновыми пробками и обжатые алюминиевыми колпачками флаконы подвергали стерилизации насыщенным водяным паром: температура 121°C, давление 0,11 МПа, время экспозиции 15 мин. Анализ препарата до и после стерилизации проводили по показателям, принятым для всех инфузионных растворов: описание, прозрачность, отсутствие механических включений, pH, плотность, стерильность, испытание на пирогенность, количественное содержание ионов. Результаты представлены в табл.3.

Испытание заявляемого раствора на стерильность проводили в лаборатории Центра контроля качества лекарственных средств СПХФА методом мембранной фильтрации с использованием среды тиогликолевой и среды Сабуро. Во всех опытных партиях раствора роста микроорганизмов не наблюдалось, что свидетельствует о стерильности препарата и надежности выбранного режима стерилизации.

Пример 2. Испытание раствора на пирогенность.

Испытание на пирогенность раствора проводили в соответствии с ГФ XII (ОФС 42-0061-07. С.125) на группе из трех кроликов с исходной температурой 38,5°C - 39,5°C.

Перед опытом у каждого кролика дважды с интервалом в 30 мин измеряли температуру. Различия в показаниях температуры у одного и того же животного не превышали 0,2°C. Результат последнего измерения принимали за исходную температуру.

Инфузионный раствор вводили в ушную вену кролика из расчета 0,2 мл на 1 кг массы тела животного. Перед введением раствор подогревали до 37±2°C. Весь объем вводили в течение 2-х мин.

Измерения температуры после внутривенного введения проводили с интервалом не более 30 мин на протяжении трех часов.

Оценка результатов испытаний на пирогенность

Индивидуальные отклонения температур не превышали 0,5°C, а суммарное отклонение температур меньше 1,2°C, следовательно, раствор является апирогенным.

Пример 3. Испытание на аномальную токсичность раствора.

Аномальную токсичность определяли на мышах по экспресс-методу Прозоровского. При внутривенном введении в хвостовую вену мышам самцам не удалось установить летальную дозу, так как даже при введении максимально допустимой дозы 0,5 мл ни одно из опытных животных не погибло. При внутрибрюшинном введении максимально допустимой дозы 1 мл также все животные остались живы. Можно сделать вывод, что инфузионный раствор не обладает аномальной токсичностью.

Исследование фармакологического действия раствора.

Исследование фармакологического действия раствора проводили на половозрелых белых беспородных крысах самцах. В эксперименте использовали 30 крыс с начальной массой тела 140-160 г в возрасте 14-16 недель к началу опыта. Животных случайным образом (с помощью таблицы случайных чисел) разделили на 3 опытные группы по 10 крыс без отклонений во внешнем виде и отклонениями по массе не более чем 10% от среднего значения.

Моделировали экспериментальную кровопотерю по следующей схеме: дважды у животных из хвостовой вены забирали кровь, общим объемом 4-5 мл, что соответствует 30-40% от объема циркулирующей крови. После завершения кровопотери начинали дозированное струйное введение в хвостовую вену инфузионных растворов 1 раз в сутки: 1-ю группу, контрольную, оставили без компенсации, 2-й группе в хвостовую вену вводили раствор Йоностерил, 3-й группе - заявляемый раствор. Объем вводимых растворов в сутки составлял не менее 50% от величины кровопотери. Растворы вводили в течение 10 суток. Состояние животных оценивали по следующим параметрам:

- масса тела;

- показатели периферической крови;

- количество ионов в плазме крови;

- показатели электрокардиограммы.

Осмотр проводили в течение всего опыта один раз в сутки в первой половине дня и взвешивали перед моделированием кровопотери, а затем на 1-е, 5-е и 10-е сутки после начала введения препаратов.

Пример 4. Влияние ИР на динамику массы тела.

Динамика массы тела является одним из интегральных показателей состояния животных. Данные о влиянии введения ИР животным после экспериментальной кровопотери на восстановление массы тела представлены в табл.4.

Пример 5. Влияние ИР на восстановление показателей периферической крови.

Определение клинической картины при острой кровопотере включает в себя оценку величины гематокрита, содержания гемоглобина, количества эритроцитов.

Влияние введения инфузионного раствора на восстановление показателей периферической крови после кровопотери у крыс представлено в табл.5.

Пример 6. Влияние на ионный состав крови.

Количество ионов в плазме крови определяли у животных до начала опыта, а также через 5 дней и 10 дней после кровопотери. Исходные значения количества ионов плазмы находились в пределах физиологической нормы. Результаты представлены в табл.6.

Пример 7. Влияние введения инфузионных растворов на сердечно-сосудистую систему крыс после кровопотери.

Контроль состояния сердечно-сосудистой системы при кровопотерях позволяет не только оценить общее состояние животных, но и выявить возникающие электролитные и прочие нарушения.

Тахикардия - неэкономичный режим работы сердца. Учащение сердечных сокращений при острой кровопотере является основанием для опасений и свидетельствует о некомпенсированном дефиците ОЦК, о продолжающемся сосудистом спазме и о недостаточности инфузионной терапии. Следовательно, изменение частоты сердечных сокращений (ЧСС) при острой кровопотере является важным клиническим признаком. Наибольшая его ценность проявляется при динамическом наблюдении, тогда этот показатель отражает клинику и результат лечения. При моделировании кровопотери ЧСС у экспериментальных животных измеряли немедленно после забора крови и через 2 часа после введения инфузионных растворов, а также на 5-е сутки после начала опыта. Оценивали также величину зубцов R, S и интервалы QRS, QRST и ST. В таблице 7 представлены результаты ЭКГ-исследования.

Таким образом, динамика показателей периферической крови, содержания ионов кальция, магния, калия, натрия и хлорида свидетельствует, что в группе животных, которым вводили заявляемый инфузионный раствор, отклонения от нормальных параметров либо не развивались, либо полностью компенсировались на 5-е-10-е сутки после кровопотери. Через 2 часа после начала компенсации кровопотери происходит восстановление большинства показателей электрокардиограммы и исчезают явления аритмии.

Преимущества заявляемого инфузионного раствора перед прототипом представлены в сводной таблице 8.